У вегетаційних дослідах вивчено зміни показників індукції флуоресценції та вмісту хлорофілу в листках чотирьох ярусів сортів озимої пшениці різної пластичності за умов 10-добової посухи і подальшого відновлення поливу. Встановлено, що сорт Наталка є найчутливішим до дії посухи. Він найшвидше втрачає хлорофіл, особливо у листках нижніх трьох ярусів. Сорт Наталка вже на 3-тю добу посухи повністю втрачав хлорофіл у листку четвертого ярусу, на 10-ту добу — третього. У контрольних рослинах в листку четвертого ярусу хлорофіл повністю втрачався набагато пізніше. Цей сорт показав найбільшу втрату функціональної активності, яка не відновлювалась за умов повернення оптимального поливу. У сортів Подолянка, Подільська нива та Порадниця втрати хлорофілу були меншими. У контрольних рослинах цих сортів хлорофіл зберігався весь час проведення досліду, а за умов посухи повністю втрачався у листках четвертого ярусу на 10-ту добу. У цих сортів спостерігали значно менші втрати функціональної активності. За умов відновлення оптимального поливу зафіксовано підвищення функціональної активності за параметрами Fv/Fm та RFd у прапорцевих та підпрапорцевих листках. Ці значення не лише поверталися до початкового рівня, до накладання посухи, а й перевершили показники в контрольних варіантах. Таким чином, відбулася певна компенсація втрат функціональної активності у листках нижніх ярусів за умов відновлення поливу.
Ключові слова: Triticum aestivum L., озима пшениця, фотосинтетичний апарат, посуха, індукція флуоресценції хлорофілу, хлорофіл
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
1. FAO. How to feed the world in 2050. (2009). Retrieved from http://www.fao.org/
2. Crist, E., Mora, C. & Engelman, R. (2017). The interaction of human population, food production, and biodiversity protection. Science, No. 356, pp. 260-264. https://doi.org/10.1126/science.aal2011
3. Morgun, V.V. & Priadkina, G.A. (2014). The efficiency of photosynthesis and the prospects for increasing the productivity of winter wheat. Fiziol. rast. genet., 46, No. 4, pp. 279-301 [in Russian].
4. Elbehri, A., Challinor, A., Verchot, L., Angelsen, A., Hess, T., Ouled Belgacem, A., Clark, H., Badraoui, M., Cowie, A., De Silva, S., Erickson, J., Joar Hegland, S., Iglesias, A., Inouye, D., Jarvis, A., Mansur, E., Mirzabaev, A., Montanarella, L., Murdiyarso, D., Notenbaert, A., Obersteiner, M., Paustian, K., Pennock, D., Reisinger, A., Soto, D., Soussana, J.-F., Thomas, R., Vargas, R., Van Wijk, M. & Walker, R. (January 23-25, 2017). FAO-IPCC expert meeting in climate change, land use and food security: final meeting report. FAO HQ Rome. FAO and IPCC.
5. Hochman, Z., Gobbett, D.L. & Horan, H. (2017). Climate trends account for stalled wheat yields in Australia since 1990. Global Change Biology, No. 23, pp. 2071-2081. https://doi.org/10.1111/gcb.13604
6. Ray, D.K., Ramankutty, N., Mueller, N.D., West, P.C. & Foley, J.A. (2012). Recent patterns of crop yield growth and stagnation. Nature Communications, No. 1293. https://doi.org/10.1038/ncomms2296
7. Stewart, B.A. & Lal, R. (2018). Increasing world average yields of cereal crops: it's all about water. Advances in Agronomy, 151, pp. 1-44. https://doi.org/10.1016/bs.agron.2018.05.001
8. Evans, J.R. & Lawson, T. (2020). From green to gold: agricultural revolution for food security. J. Exp. Bot., 71, No. 7, pp. 2211-2215. https://doi.org/10.1093/jxb/eraa110
9. Kreslavsky, V.D., Karpentier, R., Klimov, V.V., Murata, N. & Allahverdiev, S.I. (2007). Molecular mechanisms of stability of photosynthetic apparatus for stress. Byolohycheskye membranu, No. 3, pp. 195-217 [in Russian]. https://doi.org/10.1134/S1990747807030014
10. Kiriziy, D.A, Stasik, O.O., Priadkina, G.O. & Shadchina, T.M. (2014). Photosynthesis. Assimilation of CO2 and mechanisms of its regulation. Vol. 2. Kyiv: Logos [in Russian].
11. Nelson, N. & Yocum, C.F. (2006). Structure and function of Photosystems I and II. Ann Rev. Plant Biol., No. 57, pp. 521-565. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.57.032905.105350
12. Murata, N., Takahashi, S., Nishiyama, Y. & Allakhverdiev, S.I. (2007). Photoinhibition of photosystem II under environmental stress. Biochim. Biophys. Acta, No. 6, pp. 414-421. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2006.11.019
13. Enami, I., Kitamura, M., Tomo, T., Isokawa, Y., Ohta, H. & Katoh, S. (1994). Is the primary cause of thermal inactivation of oxygen evolution in spinach PS II membranes release of the extrinsic 33 kDa protein or of Mn? Biochim. Biophys. Acta, No. 1186, pp. 52-58. https://doi.org/10.1016/S0005-2728(02)00208-6
14. Sairam, R.K., Svastava, G.C. & Saxena, D.G. (2000). Increased antioxidant activity under elevated temperatures: A mechanism of heat stress tolerance in wheat genotypes. Biologia Plantarum, 43, pp. 245-251. https://doi.org/10.1023/A:1002756311146
15. Staehelin, L.A. (2003). Chloroplast structure: from chlorophyll granules to supramolecular artchitecture of thylakoid membranes. Photosynthesis Res., 76, pp. 185-196. https://doi.org/10.1023/A:1024994525586
16. Furbank, R.T., Sharwood, R., Estavillo, G.M., Silva-Perez, V. & Condon, A.G. (2020). Photons to food: genetic improvement of cereal crop photosynthesis. J. Exp. Bot., 71, No. 7, pp. 2226-2238. https://doi.org/10.1093/jxb/eraa077
17. Zhu, X.-G. (2010). Improving photosynthetic efficiency for greater yield. Ann. Rev. Plant Biol., No. 61, pp. 235-261. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-042809-112206
18. Priadkina, G.O. & Makharynska, N.M. (2021). Assimilation apparatus of different leaves tiers in winter wheat varieties under adverse environmental conditiones. Fiziol. rast. genet., 53, No. 1, pp. 74-86 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/frg2021.01.074
19. Priadkina, G.O., Makharynska, N.M. & Sokolovska-Sergiienko, O.G. (2021). Influence of drought on photosynthetic traits of wheat plants. Fiziol. rast. genet., 54, No. 6, pp. 463-483 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/frg2022.06.463
20. Wellburn, A.R. (1994). The spectral determination of chlorophylls a and b, as well as total Carotenoids, using various solvents with spectrophotometers of different resolution. J. Plant Physiol., No. 144, pp. 307-313. https://doi.org/10.1016/S0176-1617(11)81192-2
21. Kornyeyev, D.Yu. (2002). Information capabilities of chlorophyll fluorescence method. Kyiv: Alterpres [in Russian].
22. Lichtenthaler, H.K., Buschmann, C. & Knapp, M. (2005). How to correctly determine the different chlorophyll fluorescence parameters and the chlorophyll fluorescence decrease ratio RFd of leaves with the RAM fluorometer. Photosynthetica, 43, No. 3, pp. 379-393. https://doi.org/10.1007/s11099-005-0062-6
23. Kedruk, A.C., Kiriziy, D.A., Sokolovska-Sergienko, O.G. & Stasik, O.O. (2021). Response of the photosynthetic apparatus of winter wheat varieties to the combined action of drought and higt temperature. Fiziol. rast. genet., 53, No. 5, pp. 387-405. https://doi.org/10.15407/frg2021.05.387