Амарант — С4-рослина, яка використовується в різних галузях промисловості і є перспективним об’єктом для генетичної трансформації. Після «floral-dip» трансформації сортів Helios і Karmin A. caudatus L. з використанням штаму Agrobacterium rhizogenes A4 і штаму Agrobacterium tumefaciens GV3101 були отримані трансформовані рослини першого покоління. Вектори pCB125 і pCB131 містять ген bar, що надає стійкості до Basta (комерційний гербіцид). Насіння сортів амаранту Karmin і Helios було отримано після обробки суспензією, що містить A. tumefaciens і A. rhizogenes методом «floral-dip» («занурення квіткових суцвіть»). Перенесення генного вектора pCB131 штамом Agrobacterium rhizogenes A4 і генного вектора pCB125 штамом Agrobacterium tumefaciens GV3101 оцінювали шляхом відбору стійких рослин амаранту після обробки гербіцидом. Після обприскування гербіцидом, були отримані стійкі рослини двох сортів: Helios і Кarmin. Відсоткова частка рослин A. w caudatus сорту Helios (з вектором pCB125), толерантних до дії гербіциду (концентрація 160 мг/л), становила 4,05 %, сорту Karmin (з вектором pCB125) — 2,4 %. Відсоток стійких рослин A. w caudatus сорту Karmin (з вектором pCB131) становив 0,6 %. Було проаналізовано присутність генів вектора pCB125 (штам A. tumefaciens GV3101) і генів вектора pCB131 (штам Agrobacterium rhizogenes A4) в тканинах амаранту. Інтеграція і транскрипція гена bar і nos-термінатора в рослинах була підтверджена результатами аналізу ПЛР. Відсоток bar-позитивних від загальної початкової кількості рослин становив 0,6 % для сорту Helios, генетичний вектор pCB125 (12 рослин із 2000) і 0,1 % для сорту Karmin, генетичний вектор pCB131 (2 рослин із 2000). Відсоток nos-термінатор-позитивних рослин для сорту Helios становив 0,15 % від загальної початкової кількості рослин (3 рослини із 2000).
Ключові слова: Amaranthus, Agrobacterium, трансформація, генетично модифіковані рослини
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
1. Biswas, M., Das, S.S. & Dey, S. (2013). Establishment of a stable Amaranthus tricolor callus line for production of food colorant. Food Sci. Biotechnol., 22, No. 1, pp. 1-8. https://doi.org/10.1007/s10068-013-0041-9
2. Yaacob, J.S., Hwei, L.C. & Taha, R.M. (2012). Pigment analysis and tissue culture of Amaranthus cruentus L. Acta Horticult., 958, pp. 171-178. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2012.958.20
3. Swain, S.S., Sahu, L., Barik, D.P. & Chand, P.K. (2010). Agrobacteriumwplant factors influencing transformation of «Joseph's coat» (Amaranthus tricolor L.). Scientia Horticult., 125 (3), pp. 461-468. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2010.04.034
4. Pal, A., Swain, S.S., Mukherjee, A.K. & Chand, P.K. (2013). Agrobacterium pRi TL-DNA rolB and TR-DNA Opine Genes Transferred to the Spiny Amaranth (Amaranthus spinosus L.) - a Nutraceutical Crop. Food Technol. and Biotechnol., 51 (1), pp. 26-35.
5. Jofre-Garfias, A.E., Villegas-Sepulveda, N., Cabrera-Ponce, J.L., Adame-Alvarez, R.M., Herrera-Estrella, L. & Simpson, J. (1997). Agrobacterium mediated transformation of Amaranthus hypochondriacus: light- and tissue-specific expression of a pea chlorophyll a/b-binding protein promoter. Plant Cell Reports, 16, pp. 847-52. https://doi.org/10.1007/s002990050332
6. Pal, A., Swain, S., Das, A.B., Mukherjee, A.K. & Chand, P.K. (2013). Stable germ line transformation of a leafy vegetable crop amaranth (Amaranthus tricolor L.) mediated by Agrobacterium tumefaciens. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 49 (2), pp. 114-28. https://doi.org/10.1007/s11627-013-9489-9
7. Taipova, R.M. & Kuluev, B.R. (2015). Amaranth features of culture, prospects of cultivation in Russia and generation of transgenic Russian varieties. Biomica, 7 (4), pp. 284-99.
8. Yaroshko, O.M. & Kuchuk, M.V. (2018). Agrobacterium-caused transformation of cultivars Amaranthus caudatus L. and hybrids of A. caudatus L. w A. paniculatus. Int. J. of Secondary Metabolite (IJSM). https://doi.org/10.21448/ijsm.478267
9. Yaroshko, O., Vasylenko, M., Gajdošova, A., Morgun, B., Khrystan, O., Velykozhon, L. & Kuchuk M. (2019). «Floral-dip» transformation of Amaranthus caudatus L. and hybrids A. caudatus w A. paniculatus L. Biologija, 64, No. 4, pp. 321-330. https://doi.org/10.6001/biologija.v64i4.3904
10. State Register of Plant Varieties Suitable for Dissemination in Ukraine in 2019 (2019). Kyiv, p. 289.
11. Doroshenko, O. (2017). Amaranth field germination in the conditions of the western Forest-Steppe. Aktualni Pytannia Suchasnykh Tekhnolohii Vyroshchuvannia Silskohospodarskykh Kultur V Umovakh Zmin Klimatu. Zbirnyk naukovykh prats vseukr. nauk.-prakt. konferentsiia (15-16 chervnia 2017. Kamianets-Podilskyi). Ternopil Krok, pp. 78-80 [in Ukrainian].
12. Zhang, X., Henriques, R., Lin, S.S., Niu, Q. & Chua, N.H. (2006). Agrobacterium mediated transformation of Arabidopsis thaliana using the floral dip method. Nature Protocols, 1 (2), pp. 641-646. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.97
13. Curtis, I.S. (2004). Protocols of transgenic crops by floral-dip method. Methods in Mol. Biol., 286, pp. 103-109. https://doi.org/10.1385/1-59259-827-7:103
14. Clough, S.J. & Bent, A.F. (1998). Floral dip: A simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana. Plant J., 16, pp. 735-43. https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.1998.00343.x
15. Stewart, C.N. & Via, L.E. (1993). A rapid CTAB DNA isolation technique useful for RAPD fingerprinting and other PCR applications. Biotechniques, 14 (5), pp. 748-50.
16. Nitovska, I.O., Abraimova, O.Ye., Satarova, T.M., Shakhovskyi, A.M. & Morhun, B.V. (2014). Biollistics transformation of immature maize embryos. Faktory eksperymentalnoi evoliutsii orhanizmiv. Zbirnyk naukovykh prats za red. Kunakha V.A., 15, pp. 112-117 [in Ukrainian].
17. James, D., Schmidt, A.-M., Wall, E., Green, M. & Masri, S. (2003). Reliable detection and identification of genetically modified maize, soybean, and canola by multiplex PCR analysis. J. Agric. Food Chem., 51 (20), pp. 5829-5834. https://doi.org/10.1021/jf0341159
18. Godar, A.S., Varanasi, V.K., Nakka, S., Prasad, P.V., Thompson, C.R. & Mithila, J. (2015). Physiological and Molecular Mechanisms of Differential Sensitivity of Palmer Amaranth (Amaranthus palmeri) to Mesotrione at Varying Growth Temperatures. PLOS One, 19, 10 (5), p. e0126731. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0126731
19. Parminder, S. Chahal, Vijay, K. Varanasi, Jugulam, M. & Jhala, A.J. (2017). Glyphosate-resistant palmer amaranth (Amaranthus palmeri) in Nebraska: confirmation, EPSPS gene amplification, and response to POST corn and soybean herbicides. Weed Technol., 31, pp. 80-93. https://doi.org/10.1614/WT-D-16-00109.1
20. Sawada, H., Ieki, H. & Matsuda, I. (1995). PCR detection of Ti and Ri Plasmids from phytopathogenic Agrobacterium strains. Applied and Environmental Microbiology, 61 (2), pp. 828-831. https://doi.org/10.1128/AEM.61.2.828-831.1995
21. Harrison, S.J., Mott, E.K., Parsley, K., Aspinall, S., Gray, J.C. & Cottage, A. (2006). A rapid and robust method of identifying transformed Arabidopsis thaliana seedlings following floral dip transformation. Plant Methods, 2, pp. 1-7. https://doi.org/10.1186/1746-4811-2-19
22. De Cleene, M. & De Ley, J. (1976). The host range of Crown Gall. The Botanical Review, 42, pp. 389-466. https://doi.org/10.1007/BF02860827
23. Swain, S.S., Sahu, L., Barik, D.P. & Chand, P.K. (2009). Genetic transformation of Amaranthus tricolor L. using Ri plasmid vectors. In: Bastia AK and Mohapatra UB (eds.) Recent trends in monitoring and bioremediation of mine and industrial environment. North Orissa University: Orissa.
24. Munusamy, U., Abdullah, S., Aziz, M. & Khazaai, H. (2013). Female reproductive system of Amaranthus as the target for Agrobacterium-mediated transformation. Advances in Bioscience and Biotechnology, 4, pp.188-192. https://doi.org/10.4236/abb.2013.42027