Досліджували геноми представників царства Fungi щодо поширеності в них послідовностей, подібних послідовності амплікону штаму ксилозозброджувальних дріжджів Scheffersomyces stipitis UCM Y-2810 та визначали рівень їх генетичної спорідненості. Штам дріжджів Scheffersomyces stipitis UCM Y-2810 було виділено в 2021 р. з трухлявої деревини. Отримано амплікон (567 пн) геномної послідовності ізоляту. В біоінформатичних дослідженнях використано базу даних GenBank «Nucleotide collection» та пакет програм BLASTN на сервері NCBI і проаналізовано тільки послідовності хромосом організмів, нуклеотидна послідовність яких визначена повністю. Виявлені послідовності, що були подібні отриманому амплікону, належали грибам із підвідділу Saccharomycotina (відділ Ascomycota). Відібрані послідовності виявилися винятково фрагментами генів, що детермінують вакуолярні протеїнази В. У геномі кожного грибного організму із отриманої вибірки було по одній послідовності, подібній амплікону. Найбільші показники подібності продемонстрували штами роду Scheffersomyces. Встановлено, що молекулярний розмір амплікона Scheffersomyces stipitis UCM Y-2810 становить 67,2 % розміру послідовності детермінанти, що кодує домен ферменту Scheffersomyces stipitis CBS 6054 з голландської колекції мікроорганізмів WI-KNAW. Відзначено статистично вірогідну сильну позитивну кореляцію між значеннями показників подібності сиквенсів детермінант штамів роду Scheffersomyces, що кодують вакуолярні протеази B і фрагменти рибосомальних кластерів (ITS+LSU). Подібні амплікону Scheffersomyces stipitis UCM Y-2810 послідовності належали винятково дріжджам підвідділу Saccharomycotina, де найподібнішими були детермінанти, що кодують вакуолярні протеази B штамів роду Scheffersomyces. З огляду на кореляційний зв’язок з рибосомальними баркодами для грибів, послідовність гена вакуолярної серинової протеази може розглядатися як допоміжний генетичний маркер для ідентифікації дріжджів роду Scheffersomyces.
Ключові слова: Scheffersomyces, амплікон, вакуолярна серинова протеаза, ген, ідентичність, покриття
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
1. Peay, K.G., Kennedy, P.G. & Bruns, T.D. (2008). Fungal community ecology: a hybrid beast with a molecular master. Biosci., 58 (9), pp. 799-810. https://doi.org/10.1641/B580907
2. Schoch, C.L., Seifert, K.A., Huhndorf, S., Robert, V., Spouge, J.L., Levesque, C.A., Chen, W., Fungal Barcoding Consortium & Fungal Barcoding Consortium Author List (2012). Nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) region as a universal DNA barcode marker for Fungi. Proceed. Nat. Acad. Sci. USA, 109 (16), pp. 6241-6246. https://doi.org/10.1073/pnas.1117018109
3. Bruns, T.D., White, T.J. & Taylor, J.W. (1991). Fungal Molecular Systematics. Ann. Rev. Ecol., Evolut., Systemat., 22, pp. 525-564. https://doi.org/10.1146/annurev.es.22.110191.002521
4. Yamada, Y., Maeda, K. & Mikata, K. (1994). The phylogenetic relationships of the hat-shaped ascospore-forming, nitrate-assimilating Pichia species, formerly classified in the genus Hansenula Sydow et Sydow, based on the partial sequences of 18S and 26S ribosomal RNAs (Saccharomycetaceae): the proposals of three new genera, Ogataea, Kuraishia, and Nakazawaea. Biosci., Biotechnol., Biochem., 58 (7), pp. 1245-1257. https://doi.org/10.1271/bbb.58.1245
5. Ueda-Nishimura, K. & Mikata, K. (2001). Reclassification of Pichia scaptomyzae and Pichia galeiformis. Antonie van Leeuwenh., 79 (3-4), pp. 371-375. https://doi.org/10.1023/A:1012045906098
6. VЖtrovskъ, T., KolaйHk, M., ¦if№«kov«, L., Zelenka, T. & Baldrian, P. (2016). The rpb2 gene represents a viable alternative molecular marker for the analysis of environmental fungal communities. Mol. Ecol. Res., 16 (2), pp. 388-401. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12456
7. Xu, J. (2016). Fungal DNA barcoding. Genome, 59 (11), pp. 913-932. https://doi.org/10.1139/gen-2016-0046
8. Pѕrez-Izquierdo, L., Morin, E., Maurice, J.P., Martin, F., RincЩn, A. & Buѕe, M. (2017). A new promising phylogenetic marker to study the diversity of fungal communities: the glycoside hydrolase 63 gene. Mol. Ecol. Res., 17 (6), e1-e11. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12678
9. Meyer, W., Irinyi, L., Hoang, M.T.V., Robert, V., Garcia-Hermoso, D., Desnos-Ollivier, M., Yurayart, C., Tsang, C.C., Lee, C.Y., Woo, P.C.Y., Pchelin, I.M., Uhrlab, S., Nenoff, P., Chindamporn, A., Chen, S., Hebert, P.D.N., Sorrell, T. C. & ISHAM barcoding of pathogenic fungi working group (2019). Database establishment for the secondary fungal DNA barcode translational elongation factor 1a (TEF1a) 1. Genome, 62 (3), pp. 160-169. https://doi.org/10.1139/gen-2018-0083
10. Moehle, C.M., Tizard, R., Lemmon, S.K., Smart, J. & Jones, E.W. (1987). Protease B of the lysosomelike vacuole of the yeast Saccharomyces cerevisiae is homologous to the subtilisin family of serine proteases. Mol. Cell. Biol., 7 (12), pp. 4390-4399. https://doi.org/10.1128/mcb.7.12.4390-4399.1987
11. Hecht, K.A., O'Donnell, A.F. & Brodsky, J.L. (2014). The proteolytic landscape of the yeast vacuole. Cellular Logistics, 4 (1), e28023. https://doi.org/10.4161/cl.28023
12. Settembre, C., Fraldi, A., Medina, D.L. & Ballabio, A. (2013). Signals from the lysosome: a control centre for cellular clearance and energy metabolism. Nature Rev. Mol. Cell Biol., 14 (5), pp. 283-296. https://doi.org/10.1038/nrm3565
13. Ianieva, O.D. (2022). Pentose-fermenting yeasts in nature: ecology, biodiversity, and applications. Mikrobiol. zhurn., 84 (5), pp. 58-71. https://doi.org/10.15407/microbiolj84.05.058
14. Ianieva, O.D., Fomina, M.O., Babich, T.V., Dudka, G.P. & Pidgorskyi, V.S. (2022). Evaluation of non-conventional yeasts isolated from rotten wood for hydrolytic activities and xylose fermentation. Mikrobiol. zhurn., 84 (4), pp. 88-97. https://doi.org/10.15407/microbiolj84.04.088
15. Fomina, M., Yurieva O., Pavlychenko, A., Syrchin, S., Filipishena, O., Polishchuk, L., Hong, J.W., Hretskyi, I., Ianieva, O. & Pidgorskyi, V. (2024). Application of natural fungi in bioconversion of lignocellulosic waste to second-generation ethanol. Biosyst. Divers., 32 (1), pp. 49-59. https://doi.org/10.15421/012405
16. Reeb, V., Lutzoni, F. & Roux, C. (2004). Contribution of RPB2 to multilocus phylogenetic studies of the euascomycetes (Pezizomycotina, Fungi) with special emphasis on the lichen-forming Acarosporaceae and evolution of polyspory. Mol. Phylogen. Evolut., 32 (3), pp. 1036-1060. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2004.04.012
17. Urbina, H. & Blackwell, M. (2012). Multilocus phylogenetic study of the Scheffersomyces yeast clade and characterization of the N-terminal region of xylose reductase gene. PloS One, 7 (6), e39128. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0039128
18. Morais, C.G., Cadete, R.M., Uetanabaro, A.P., Rosa, L.H., Lachance, M.A. & Rosa, C.A. (2013). D-xylose-fermenting and xylanase-producing yeast species from rotting wood of two Atlantic Rainforest habitats in Brazil. Fungal Gen. Biol., 60, pp. 19-28. https://doi.org/10.1016/j.fgb.2013.07.003
19. Arayjo, J.A., de Abreu-Lima, T.L. & Carreiro, S.C. (2019). Selection and identification of xylose-fermenting yeast strains for ethanol production from lignocellulosic biomass. Boletim Do Centro De Pesquisa De Processamento De Alimentos, 36 (1), pp. 68-79. https://doi.org/10.5380/bceppa.v36i1.59557