Фізіологія рослин і генетика 2022, том 54, № 2, 134-147, doi: https://doi.org/10.15407/frg2022.02.134

Короткотривалий прогрiв спричинює реструктуру­вання тилакоїдiв у хлоропластах гороху i модифiкує спектральнi властивостi пiгмент-бiлкових комплексiв

Шевченко В.В.1, Бондаренко О.Ю.1, Корнєєв Д.Ю.2

  1. Iнститут фізіології рослин і генетики Національної академії наук України 03022 Київ, вул. Васильківська, 31/17, Україна
  2. Teхаський технічний університет, Lubbock, TX 79409, USA

Досліджено вплив короткочасного прогріву на ультраструктуру хлоропластів гороху та спектральні характеристики субхлоропластних фрагментів. Розмір хлоропластів зменшувався при нагріванні протягом 5 хв у темряві за 25, 35 або 45 °C. Явище було спричинене переважно зменшенням довжини довгої осі хлоропласта. Ступінь зменшення знижувався після нагрівання за 45 °C на світлі. Детальний аналіз був проведений для нагрівання за 45 °C, оскільки спостерігались помітніші зміни в спектрах кру­гового дихроїзму (CD), що свідчить про більший ефект нагрівання. Зменшення y-смуг спектра свідчить про порушення великомасштабного впорядкування в розміщенні мембранних макродоменів. Кількість гран зі збільшеною кількістю тилакоїдів (понад 6) зросла після нагрівання ізольованих хлоропластів. Низькотемпературні спектри флуоресценції хлоропластів показали зменшення інтенсивності обох смуг спектра. Спектри субхлоропластних фрагментів, що відповідають частинкам грани, виявили збільшення інтенсивності обох смуг. Збільшення інтенсивності короткохвильової смуги, що належить до випромінювання PSII, свідчить про зростання кількості PSII у частинках грани, отриманих із прогрітих хлоропластів. Підвищення інтенсивності довгохвильової смуги, що належить до випромінювання PSI, спричинене збільшенням розміру антени, яке було встановлено за зміною інтенсивності спектра збудження флуоресценції, детектованого за 735 нм. Після нагрівання при наявності світла спостерігалось розширення короткохвильової смуги, яке було викликане зменшенням антени комплексу PSII. Аналіз спектральних характеристик фрагментів крайової ділянки гранальних тилакоїдів дав змогу отримати додаткові дані про зміни в організації грани, спричинені нагріванням. Отримані дані узгоджуються з гіпотезою, яка пов’язує зміни в організації тилакоїдних мембран із взаємодією між PSII та «мобільною антеною», представленою світлозбиральним комплексом II (LHCII). Також було продемонстровано, що освітлення пом’якшує ефект короткочасного прогріву.

Ключові слова: Pisum sativum L., короткочасний прогрів, ультраструктура хлоропластів

Фізіологія рослин і генетика
2022, том 54, № 2, 134-147

Повний текст та додаткові матеріали

У вільному доступі: PDF  

Цитована література

1. Hu, S., Ding, Y. & Zhu, C. (2020). Sensitivity and Responses of Chloroplasts to Heat Stress. Plants Front. Plant Sci. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00375

2. Wang, Q.-L., Chen, J.-H., He, N.-Y. & Guo, F.-Q. (2018). Metabolic reprogramming in chloroplasts under heat stress in plants. Int. J. Mol. Sci., 19, No. 4, p. 849. https://doi.org/10.3390/ijms19030849

3. Mathur, S., Agrawal, D., & Jajoo, A. (2014). Photosynthesis: response to high temperature stress. J. Photochem. Photobiol. B: Biol., 137, pp. 116-126. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2014.01.010

4. Sharkova, V.E. & Buobolo, L.S. (1996). Effect of Heat Shock on the Arrangement of Thylakoid Membranes in the Chloroplasts of Mature Wheat Leaves. Rus. J. Plant Physiol., 43, pp. 358-365.

5. Kisliuk, I.M., Buobolo, L.S., & Vaskovskii, M.D. (1997). Heat Shock-induced Increase in the Length and Number of Thylakoids in Wheat Leaf Chloroplasts. Rus. J. Plant Physiol., 44, pp. 30-35.

6. Cseh, Z., Rajagopal, S., Tsonev, T., Busheva, M., Papp, E. & Garab, G. (2000). Thermooptic effect in chloroplast thylakoid membranes. Thermal and light stability of pigment arrays with different levels of structural complexity. Biochemistry, 39, pp. 15250-15257. https://doi.org/10.1021/bi001600d

7. Kochubey, S.M. (2010). Changes in antenna of photosystem II induced by short-term heating. Photosinth. Res., 106, pp. 239-246. https://doi.org/10.1007/s11120-010-9599-8

8. Kochubey, S.M., Shevchenko, V.V. & Kazantsev, T.A. (2013). Changes of the antenna of Photosystem I induced by short-term heating. Biochemistry (Moscow) Suppl. seria A: Membr. Cell Biol., 7, pp. 67-77. https://doi.org/10.1134/S199074781205008X

9. Janka, E., Korner, O., Rosenqvist, E. & Ottosen, C.-O. (2013). High temperature stress monitoring and detection using chlorophyll a fluorescence and infrared thermography in chrysanthemum (dendranthema grandiflora). Plant Physiol. Biochem., 67, pp. 87-94. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2013.02.025

10. Kalituho, L.N., Pshybytko, N.L., Kabashnikova, L.F. & Jahns, P.P. (2003). Photosynthetic apparatus and high temperature: role of light. Bulg. J. Plant Physiol. Special iss, pp. 281-289.

11. Kisliuk, I.M., Buobolo, L.S., Bykov, O.D., Kamentseva, I.E. & Sherstniova, O.A. (2008). Protective and Injuring Action of Visible Light on Photosynthetic Apparatus in Wheat Plants during Hyperthermia Treatment. Rus. J. Plant Physiol., 55, pp. 613-620. https://doi.org/10.1134/S102144370805004X

12. Bondarenko, O.Yu. (2010). Changes of pea leaves chloroplasts size induced by short-term heating. Physiology and Biochemistry of Cultivated Plants (in Russian), 42, pp. 79-83.

13. Kochubey, S.M., Bondarenko, O.Yu. & Shevchenko, V.V. (2007). A new type of subchloroplast fragments isolated from pea chloroplasts in the presence of digitonin. Biochemistry (Moscow), 72, pp. 1021-1026. https://doi.org/10.1134/S0006297907090155

14. Kochubey, S.M. & Samokhval, E.G. (2000). Long-wavelength chlorophyll forms in Photosystem I from pea thylakoids. Photosynth. Res., 63, pp. 281-290. https://doi.org/10.1023/A:1006482618292

15. Kochubey, S.M. (2001). Organization of the marginal regions of the pea granal thylakoids. Rus. J. Plant Physiol., 46, pp. 333-339. https://doi.org/10.1023/A:1016662332636

16. Dekker, J.P. & Boekema, E.J. (2005). Supramolecular organization of thylakoid membrane proteins in green plants. Biochim. Biophys. Acta., 1706, pp. 12-39. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2004.09.009

17. Ford, R.C., Stoylova, S.S. & Holzenburg, A. (2002). An alternative model for photosystem II/light harvesting complex II in grana membranes based on cryo-electron microscopy studies. Eur. J. Biochem., 269, pp. 326-336. https://doi.org/10.1046/j.0014-2956.2001.02652.x

18. Garab, G., Faludi-Daniel, A., Sutherland, J.C. & Hind, G. (1988). Macroorganization of chlorophyll a/b light-harvesting complex in thylakoids and aggregates: information from circular differential scattering. Biochemistry, 27, pp. 2425-2430. https://doi.org/10.1021/bi00407a027

19. Barzda, V., Mustardy, L. & Garab, G. (1994). Size Dependency of Circular Dichroism in Macroaggregates of Photosynthetic Pigment-Protein Complexes. Biochemistry, 33, pp. 10837-10841. https://doi.org/10.1021/bi00201a034

20. Garab, G. (1996). Biophysical Techniques in Photosynthesis. In: Amesz, J., Hoff, A. (eds.). Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, pp. 11-40.

21. Shevchenko, V.V. (2011). The light of low intensity protects Photosystem II from inhibition at short-term heating. Physiology and Biochemistry of Cultivated Plants (on Russian), 43, pp. 527-532.

22. Baginsky, S. (2016). Protein phosphorylation in chloroplasts - a survey of phosphorylation targets. Journal of Experimental Botany, 67, pp. 3873-3882. https://doi.org/10.1093/jxb/erw098

23. Zhang, R., Cruz, J.A., Kramer, D.M., Magallanes-Lundback, M.E., Dellapenna, D. & Sharkey, T.D. (2009). Moderate heat stress reduces the pH component of the transthylakoid proton motive force in light-adapted, intact tobacco leaves. Plant. Cell and Environment, 32, pp. 1538-1547. https://doi.org/10.1111/j.1365-3040.2009.02018.x